La disección genómica de la resistencia endémica a los carbapenémicos revela metalo

Nature Communications volumen 14, número de artículo: 4764 (2023) Citar este artículo

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Las infecciones causadas por organismos productores de metalo-betalactamasas (MBL) son una amenaza para la salud mundial. Nuestra comprensión de la dinámica de transmisión y de cómo las MBL establecen su endemicidad sigue siendo limitada. Analizamos dos décadas de evolución de blaIMP-4 en un hospital utilizando datos de secuencia de 270 aislados clínicos y ambientales (incluidos 169 genomas completos) e identificamos el gen blaIMP-4 en 7 géneros gramnegativos, 68 cepas bacterianas y 7 tipos de plásmidos distintos. Mostramos cómo un brote inicial de múltiples especies de plásmidos IncC conservados (95 genomas en 37 cepas) permitió que se estableciera la endemicidad a través de la capacidad de blaIMP-4 para diseminarse en pares exitosos de configuración genética-cepa que denominamos propagadores, en particular Serratia marcescens y Enterobacter hormaechei. Desde este reservorio, blaIMP-4 persistió a través de la diversificación de entornos genéticos que resultaron de la transferencia de plásmidos blaIMP-4 entre huéspedes bacterianos y del integrón que transporta blaIMP-4 entre plásmidos. Nuestros hallazgos proporcionan un marco para comprender la endemicidad y la propagación de MBL y pueden tener una aplicabilidad más amplia a otros organismos productores de carbapenemasas.

Los organismos productores de carbapenemasas (CPO) son ahora endémicos en muchas regiones. Si bien se ha prestado especial atención a blaKPC debido a su propagación por América del Norte y Europa, las metalo-betalactamasas (MBL) (p. ej., blaNDM, blaIMP y blaVIM) son endémicas en gran parte de Asia y Oceanía, incluida Australia, donde las carbapenemasas blaIMP se han extendido. dominado1,2,3,4,5,6,7,8,9. Las opciones de tratamiento para las infecciones causadas por CPO, en particular los organismos que albergan MBL, siguen siendo muy limitadas, lo que destaca la necesidad de detener una mayor propagación de estos organismos extremadamente resistentes a los medicamentos. Los mecanismos de propagación de las carbapenemasas difieren según el tipo de carbapenemasa. Algunas carbapenemasas se propagan a través de asociaciones cercanas con cepas o linajes exitosos (por ejemplo, blaKPC-2/3 y el complejo clonal 258 de Klebsiella pneumoniae), mientras que para otras, la propagación está mediada por asociación con plásmidos específicos (por ejemplo, blaOXA-48 y plásmidos IncL de amplio rango de huéspedes). )10,11. En particular, las MBL se propagan a través de expansión clonal relacionada con el linaje y diversos tipos de plásmidos12,13. Si bien los estudios de vigilancia han capturado algunos de estos datos, ha habido pocos esfuerzos para evaluar cómo estos mecanismos de propagación evolucionan con el tiempo. Comprender la dinámica de transmisión de los genes de resistencia a los carbapenemes será crucial para informar los esfuerzos futuros de prevención de infecciones.

Trabajos anteriores de nuestro grupo y otros han identificado que la propagación de MBL, y en particular de blaIMP-4, a menudo está impulsada por la diseminación por transposones de un integrón de clase 1 que ha podido insertarse en varios entornos genéticos (en adelante definido como integración cromosómica o diferentes tipos de plásmidos que portan blaIMP-4)2,4,6,9,14,15. Además, los casetes de genes (como el que porta blaIMP-4) también pueden ser una fuente de diseminación al poder ingresar a diferentes integrones de clase 116. La capacidad de estudiar la transferencia horizontal de genes ha mejorado significativamente mediante la secuenciación de lectura larga, que permite el ensamblaje de novo de alta calidad de genomas bacterianos, incluidas regiones altamente repetitivas como los plásmidos. La utilización de secuenciación de lectura larga para generar genomas bacterianos cerrados y completos brinda una oportunidad única para estudiar la dinámica de transmisión compleja y multinivel (cepa bacteriana, plásmido, gen) que probablemente ocurre durante la propagación de MBL. Cuando se combinan con datos de secuenciación de lectura breve, es posible alcanzar un nivel de detalle sin precedentes del contexto genético y los mecanismos probables de un brote o endemia.

Las bacterias Gram negativas productoras de MBL, dominadas por blaIMP-4, han sido aisladas en nuestra institución (The Alfred Hospital) desde 20025,6,7,15. Después de un período de brote inicial en 2004-2005, experimentamos hiperendemia, con un período de brote repetido entre 2017 y 2020. Nuestro objetivo era evaluar la configuración genética de blaIMP-4, su evolución a lo largo del tiempo y las vías de transmisión que resultaron en brotes repetidos y endemicidad.

En este trabajo utilizamos la secuenciación del genoma completo de lectura larga y corta para caracterizar la configuración genética de blaIMP-4 en cromosomas y plásmidos bacterianos de 277 aislados clínicos y ambientales de 2002 a 2020. Esto nos permitió rastrear la propagación de blaIMP-4 en 7 tipos de plásmidos y múltiples configuraciones cromosómicas. En el período de 18 años, notamos una increíble plasticidad de la persistencia de blaIMP-4, con extensión vertical a través de la transmisión de cepas dominantes y expansión horizontal de ambos plásmidos y el integrón de clase 1 que porta blaIMP-4. También identificamos un reservorio persistente de blaIMP-4 en plásmidos IncC en aislados clínicos y ambientales. Nuestros hallazgos resaltan la necesidad de integrar la secuenciación de lectura larga en la vigilancia de CPO, así como de enfoques multimodales de prevención de infecciones que aborden las diversas formas de propagación de CPO.

Secuenciamos 277 aislados que albergan blaIMP-4 de una colección institucional de aislados resistentes a carbapenémicos recopilados sistemáticamente entre 2002 y 2020, incluidos 264 aislados clínicos de 196 pacientes y 13 aislados ambientales (conjunto de datos complementarios 1). Esto incluyó datos de lectura corta (Illumina) sobre todos los aislados y datos de lectura larga (Oxford Nanopore) sobre 172 aislados que mejor representaban las cepas en los períodos de estudio. Siete aislamientos no pasaron el control de calidad y fueron excluidos. En total, analizamos 270 aislados que estaban compuestos por 68 cepas bacterianas (definidas como combinaciones de especie única/tipo de secuencia multilocus [MLST]) de 7 géneros gramnegativos, destacando la diversidad de huéspedes bacterianos para blaIMP-4 (Fig. .1a). Las cinco cepas más frecuentes representaron 190/270 (70%) genomas e incluyeron Serratia marcescens (52/270 aislados, 19%), Enterobacter hormaechei ST190 (44/270 genomas, 17%), E. hormaechei ST93 (36/270 genomas, 13%), Pseudomonas aeruginosa ST111 (35/270 genomas, 13%) y E. hormaechei ST114 (23/270 genomas, 9%) (Fig. 1a). Además de blaIMP-4, 8/270 (3%) genomas portaban otros genes de carbapenemasa (4 blaOXA-58, 2 blaNDM-7, 1 blaNDM-1, 1 blaKPC-2, 1 blaOXA-500) y 121/270 ( El 44%) portaba mcr-9.1, un nuevo determinante de la resistencia a la colistina14 (Conjunto de datos complementario 1).

Un gráfico circular que muestra las cepas bacterianas huésped clave de blaIMP-4. blaIMP-4 se observó en 7 géneros bacterianos y 68 cepas bacterianas hospedadoras. b Configuraciones genéticas y especies bacterianas hospedadoras de blaIMP-4 durante el transcurso del estudio, según lo definido por tres períodos distintos. Abreviaturas: Sin número, linaje Lin, tipo de secuencia ST.

Primero determinamos la configuración genética de blaIMP-4 utilizando 169 genomas circularizados completos (se excluyeron tres genomas no circularizados). Los plásmidos portadores de blaIMP-4 se agruparon utilizando MOB-typer17, que utiliza un sistema de tipificación basado en secuencia completa para proporcionar códigos de grupo para la reconstrucción y el seguimiento de plásmidos. Luego se utilizaron plásmidos representativos de cada grupo como referencia para el mapeo de los 99 genomas solo con datos de lectura breve y los tres genomas no circularizados (Conjunto de datos complementario 1). En general, 230 y 40 aislados portaban blaIMP-4 en un plásmido o en el cromosoma, respectivamente, con siete tipos de plásmidos distintos identificados e integración cromosómica en múltiples cepas (Fig. 1b y Tabla complementaria 1). Ningún genoma mostró integración cromosómica concurrente y transporte de plásmido de blaIMP-4. Para la mayoría de los aislados (151/169, 89%), blaIMP-4 se situó en un integrón de clase 1 que comprende más comúnmente la matriz de casetes blaIMP-4-qacG-aacA4-catB3-qacE-sul1. Las relaciones entre la cepa bacteriana huésped y el plásmido evolucionaron a lo largo del estudio, con tres períodos de tiempo distintos (Fig. 1b).

blaIMP-4 se observó por primera vez en un aislado clínico de S. marcescens en 2002, siendo blaIMP-4 transportado en un plásmido IncC (Figura 1 complementaria). Pasaron ~ 2 años antes de que se identificaran más bacterias Gram negativas portadoras de blaIMP-4, y estas estaban dominadas por una configuración genética IncC o blaIMP-4 cromosómica en P. aeruginosa (Fig. 1b). En particular, el primer linaje de S. marcescens (aquí llamado linaje 1) con blaIMP-4 portador de IncC se convirtió en un linaje exitoso durante todo el período de estudio (Fig. 1b). El linaje 1 de S. marcescens incluyó 47 genomas de aislados tanto clínicos como ambientales (lavabos de unidades de cuidados intensivos [UCI]). Según su relación genética (distancia mediana de la variante de nucleótido único [SNV] por pares de 8 [IQR 4-11]), lo más probable era la transmisión vertical (Fig. 2a y Tabla complementaria 2). El plásmido IncC se observó rápidamente en diversos hospedadores bacterianos, y sólo en 2004 se expandió desde S. marcescens a otras 13 cepas bacterianas. En última instancia, este plásmido se observó en 95 genomas en 37 cepas (Fig. 2b), y los genomas de S. marcescens representan la mayoría (52/95 [54,7%]). A pesar de la diversidad de huéspedes bacterianos portadores de IncC a lo largo de los 18 años, los plásmidos IncC estaban altamente conservados, con solo 11 SNV en la columna vertebral del plásmido (distancia mediana por pares de 0 SNV) (Tabla complementaria 3) y casi todos (70/71, 98,5%) Los plásmidos IncC pertenecían a los mismos grupos primarios/secundarios de tipo MOB (AA860 AJ266, Tabla complementaria 1). Observamos siete plásmidos de mosaico IncC con tipos de replicones adicionales que se excluyeron de análisis de agrupamiento adicionales (Tabla complementaria 4).

a Análisis filogenético de genomas de S. marcescens portadores de blaIMP-4 del Alfred Hospital. El panel insertado ubica los genomas de S. marcescens del Alfred Hospital en una filogenia global de S. marcescens. El panel exterior muestra únicamente los genomas del Alfred Hospital, lo que indica que formaron dos linajes distintos y se detectaron tanto en muestras clínicas como ambientales. b Análisis filogenético de plásmidos blaIMP-4 IncC utilizando Mashtree. Los plásmidos IncC ingresaron a 37 cepas bacterianas hospedadoras, pero se mantuvieron estables con cuatro grupos de regiones flanqueantes y un perfil SNV de integrón que representan el 93% y el 90% de los plásmidos, respectivamente. c Análisis de las regiones flanqueantes de blaIMP-4 en P. aeruginosa ST111. Se detectaron tres grupos flanqueantes en P. aeruginosa ST111. Se muestran las diferencias con el integrón de clase 1 presente en los plásmidos blaIMP-4 IncC contemporáneos (arriba), con ausencia del casete catB3 en el grupo 1 flanqueante (en genomas de 2004 a 2012), ausencia de casetes qacG, aac4 y catB3 en el grupo 2 flanqueante. (2014-2015) y distintas regiones flanqueantes y ausencia del casete catB3 en el grupo flanqueante 3 (2018). Abreviaturas: pares de bases pb, Lin. linaje, variante de nucleótido único de SNV, tipo de secuencia ST.

Utilizamos Mashtree18 para caracterizar aún más la relación de los 64 plásmidos IncC no mosaicos, lo que destacó la similitud de los plásmidos entre huéspedes bacterianos y diferentes períodos de tiempo (Fig. 2b). Esto también se reflejó en las regiones flanqueantes de blaIMP-4 y en las secuencias de integrones. El análisis de conglomerados de las regiones flanqueantes de hasta 5000 pb aguas arriba y aguas abajo de blaIMP-4 utilizando Flanker19 identificó solo cuatro regiones flanqueantes (excluidos los singletons) en los plásmidos IncC, que representan 67/71 (94%) genomas (Fig. 2b). Los integrones que contienen blaIMP-4 en los plásmidos IncC también fueron muy similares, con un único perfil SNV (TGGTCGACGCCT) que representa 63/69 (91%) plásmidos con integrones intactos (Fig. 2b). En conjunto, estos hallazgos sugieren que los plásmidos IncC que contienen blaIMP-4 dominaron el período inicial del brote y establecieron la endemicidad a través de su capacidad para propagarse rápidamente a través de diferentes huéspedes bacterianos manteniendo la estabilidad. S. marcescens fue un huésped persistente y reservorio de blaIMP-4 IncC durante este período (2002-2010) (Supp. Fig. 1).

Además de los plásmidos blaIMP-4 IncC, la integración cromosómica de blaIMP-4 en P. aeruginosa ST111 (un linaje MDR global) también fue una característica dominante de este período temprano (Fig. 1b y Supp. Fig. 1). Estos aislados se observaron rápidamente en nueve pacientes en 2004 y continuaron aislándose hasta 2018. Los aislados de pseudomonas estaban altamente relacionados (distancia media de SNV por pares de 1,6 SNV frente a 38,7 SNV entre los genomas de Alfred y ST111 disponibles públicamente [P <0,001]) (Supp. .Fig. 2a), pero el integrón que contiene blaIMP-4 y las regiones flanqueantes diferían según el período de tiempo de aislamiento, y también eran diferentes a la secuencia del integrón y la región flanqueante de los plásmidos IncC (Fig. 2c). A pesar de estar asociada temporalmente, la integración cromosómica de blaIMP-4 en P. aeruginosa ST111 con una estructura de integrón diferente y regiones flanqueantes sugiere que la entrada de blaIMP-4 en P. aeruginosa probablemente surgió independientemente de los plásmidos blaIMP-4 IncC.

Aparte del aislamiento en curso de los plásmidos blaIMP-4 IncC (predominantemente en S. marcescens) y el blaIMP-4 cromosómico de P. aeruginosa, la evolución del siguiente período (2011-2015) se caracterizó por la entrada de blaIMP-4 en nuevos plásmidos en E. hormaechei ST114 (un clon global de Enterobacter nosocomial MDR)21 (Fig. 1b y Supp. Fig. 1). Al comienzo del brote, había una pequeña cantidad de E. hormaechei ST114 con plásmidos IncC portadores de blaIMP-4, pero durante este período, E. hormaechei ST114 adquirió plásmidos IncFIB e IncFIA/IncFIB/IncP portadores de blaIMP-4 ( Figura 1b). El análisis filogenómico mostró que los aislados de E. hormaechei ST114 eran más diversos (mediana de distancia SNV por pares 35, IQR 27-46), pero los aislados del Alfred Hospital aún se agrupaban más estrechamente que otros genomas disponibles públicamente (Fig. 3a y Tabla complementaria 2). Para determinar si los plásmidos IncC fueron la fuente de blaIMP-4 en los plásmidos IncFIB e IncFIA / IncFIB / IncP, analizamos las regiones flanqueantes de blaIMP-4 en los tres plásmidos (Fig. 3b). Observamos homología de las regiones de 3850 pb aguas arriba y de 305 pb aguas abajo del integrón en los plásmidos IncC, IncFIA/IncFIB/IncP e IncFIB (grupos A, B y C) con transposones Tn3 y recombinasas de ADN (hin) ubicadas inmediatamente aguas arriba. (Figura 3b). Estos tres plásmidos también compartieron el mismo perfil de integrón SNV (TGGTCGACGCCT) (Supp. Fig. 3). En conjunto, estos hallazgos sugirieron que a medida que los plásmidos IncC que albergaban blaIMP-4 se volvieron endémicos durante el primer período (2002-2010), el brote evolucionó mediante el cual los plásmidos IncC sirvieron como reservorio de blaIMP-4 no solo para el plásmido entre cepas. transferencia, pero también transferencia del integrón blaIMP-4 y las regiones flanqueantes entre los plásmidos IncC, IncFIA/IncFIB/IncP e IncFIB.

a Análisis filogenético de genomas de E. hormaechei ST114 portadores de blaIMP-4 del Alfred Hospital. El panel insertado coloca los genomas de E. hormaechei ST114 del Alfred Hospital en una filogenia global de E. hormaechei ST114. El panel exterior muestra únicamente los genomas del Alfred Hospital. Aunque estaban relacionados clonalmente, eran más diversos que otras cepas bacterianas huésped clave de blaIMP-4 y pudieron actuar como aceptores versátiles de blaIMP-4 en diferentes entornos genéticos, incluidos cuatro tipos de plásmidos diferentes a lo largo del estudio. b Análisis de agrupamiento de regiones flanqueantes de 5000 pb aguas arriba y aguas abajo de blaIMP-4 utilizando Flanker. Los seis grupos clave de regiones flanqueantes con> 5 genomas se muestran a la izquierda y el contexto genético se muestra a la derecha. Los plásmidos IncFIB e IncFIA/IncFIB/IncP se agruparon con plásmidos IncC durante todo el análisis y compartieron homología tanto aguas arriba como aguas abajo de blaIMP-4. Abreviaturas: pb. pares de bases, variante de nucleótido único SNV.

El período más reciente (2016-2020) se caracterizó por una dinámica de transmisión compleja y de múltiples niveles resultante de la aparición de varios plásmidos blaIMP-4 nuevos y de gran éxito y la expansión clonal de las cepas hospedadoras ST190 y ST93 de E. hormaechei (Fig. 1b). ). También se observó la circulación continua de blaIMP-4 en entornos genéticos y cepas bacterianas de períodos anteriores (Fig. 1b). A principios de este período, se identificó blaIMP-4 en un nuevo plásmido, IncL/M, primero en E. hormaechei ST114, que era su cuarto plásmido portador de blaIMP-4, y luego en una amplia gama de otras cepas bacterianas (n = 16 ) (Figura 1b). Todos los plásmidos IncL / M pertenecían al mismo grupo de tipo MOB, compartían el mismo perfil SNV en el integrón (GGGTCGACGCCT) y 14/17 compartían el mismo grupo flanqueante (Grupo G) (Fig. 3b). Los tres plásmidos con otros grupos flanqueantes tuvieron variaciones menores en la región flanqueante del Grupo G, lo que los llevó a agruparse como singletons. Estas regiones flanqueantes eran distintas de todos los demás plásmidos blaIMP-4; sin embargo, también se observó el mismo perfil de integrón SNV en otros plásmidos (Tabla complementaria 5 y Figura complementaria 3).

En 2017, se detectó blaIMP-4 por primera vez en plásmidos IncHI2A en un pequeño brote de Klebsiella oxytoca ST278 y Klebsiella michiganensis ST50 (Fig. 1b). El primer plásmido IncHI2A (tipo 1, según lo definido por el grupo de tipos MOB AA739 AJ055) luego se extendió a E. hormaechei ST190 y un segundo plásmido IncHI2A (tipo 2: grupo de tipos MOB AA739 AJ058) surgió en E. hormaechei ST93, con ambos cepas bacterianas que experimentaron una expansión clonal significativa y contribuyeron a un brote repetido e hiperendemia entre 2017 y 2020 (Figs. 1b y 4a). Los aislados bacterianos que portaban blaIMP-4 en estos dos plásmidos IncHI2A finalmente representaron 98/161 (61%) de los genomas secuenciados en ese período (con 36/98 E. hormaechei ST93 y 43/98 E. hormaechei ST190) (Fig. 4a ). Los hospedadores bacterianos E. hormaechei ST93 y ST190 eran altamente clonales con una distancia SNV mediana por pares de 9 (RIC 2-14) y 3 (RIC 2-4), respectivamente (Supp. Fig. 2b y 2c, Supp. Tabla 2). . Además de estas dos cepas, los plásmidos IncHI2A se encontraron en otras 13 cepas (Fig. 4a). El análisis de las regiones flanqueantes y los integrones de blaIMP-4 en los plásmidos IncHI2A mostró la misma secuencia flanqueante (Grupo F) en 36/47 (77%) plásmidos y el mismo perfil de integrón SNV (GGGTCGACGTCT) en 35/47 (74%) plásmidos. en ambos tipos de plásmido IncHI2A (Fig. 4a). Estas secuencias flanqueantes y perfiles de integrón SNV no se encontraron en otros tipos de plásmidos (Supp. Fig. 3), lo que sugiere que pueden haber surgido independientemente de otras configuraciones genéticas de blaIMP-4.

a Análisis filogenético de plásmidos IncHI2A utilizando Mashtree. Entre 2016 y 2020 se observaron dos tipos distintos de plásmidos (IncHI2A tipo 1 y tipo 2) que ingresaron rápidamente en 15 cepas bacterianas. Estos plásmidos compartían regiones flanqueantes y perfiles de integrones SNV, que eran distintos de los observados en otros tipos de plásmidos. b, c Análisis comparativo de plásmidos IncHI2A portadores de blaIMP-4 con plásmidos IncHI2A no blaIMP-4 de E. hormaechei ST190, ST93 y ST114 del Alfred Hospital. Los plásmidos IncHI2A tipo 1 de E. hormaechei ST190 tenían homología superior al 100% del plásmido no blaIMP-4, con la adición de una región de 33 kpb que porta el integrón de clase 1 en el plásmido blaIMP-4. Los plásmidos IncHI2A tipo 2 de E. hormaechei ST93 compartieron homología en el 97,6% del plásmido no blaIMP-4, con el integrón blaIMP-4 contenido en una región de mosaico. Abreviaturas: pares de bases de pb, variante de nucleótido único de SNV, tipo de secuencia ST.

Para comprender la rápida aparición de los plásmidos blaIMP-4 IncHI2A, los comparamos con los plásmidos no blaIMP-4 IncHI2A, susceptibles a carbapenem, en genomas únicos de E. hormaechei ST114, ST190 y ST93 de nuestra institución. Los plásmidos eran muy similares entre las cepas bacterianas blaIMP-4 y no blaIMP-4 (Fig. 4b). Los plásmidos IncHI2A tipo 1 de blaIMP-4 E. hormaechei ST190 tenían la adición de una región de 33 kpb que transportaba el integrón de clase 1 con blaIMP-4 (Fig. 4b). Los plásmidos IncHI2A tipo 2 de blaIMP-4 E. hormaechei ST93 compartieron una homología del 97,6% con el plásmido no blaIMP-4, con el integrón blaIMP-4 contenido en una región de mosaico (Fig. 4b, c). Estos datos sugirieron la integración de blaIMP-4 en Enterobacter preexistente susceptible a carbapenems que porta plásmidos IncHI2A, con movilización de las regiones aguas arriba y aguas abajo. Estas regiones flanqueantes en los plásmidos IncHI2A eran distintas de las de otros plásmidos blaIMP-4, con una combinación de secuencia de inserción similar a IS110 / transposón Tn3 diferente (Fig. 4c).

Si bien la llegada de nuevos plásmidos IncHI2A e IncL/M fue el principal contribuyente al brote repetido y la hiperendemia durante este período, vimos una circulación continua de blaIMP-4 en entornos genéticos anteriores. En particular, vimos plásmidos IncC circulando (32/161 genomas, 19,9%), incluso en un nuevo linaje de S. marcescens en 2019 (linaje 2—Fig. 2a). También observamos P. aeruginosa ST111 (1 genoma) que alberga blaIMP-4 y E. hormaechei ST114 con plásmidos blaIMP-4 IncFIA/IncFIB/IncP (9 genomas). Esto reflejó una tendencia acumulativa en la que las configuraciones genéticas anteriores de blaIMP-4 persistieron en el contexto de nuevas cepas bacterianas y plásmidos, en lugar de aumentar y disminuir con el tiempo.

En respuesta al brote en el período más reciente, realizamos exámenes ambientales de los sumideros de la UCI entre 2019 y 2020 y cultivamos 34 aislados de blaIMP-4 (33 S. marcescens y un E. hormaechei), con 11 aislados seleccionados para la secuenciación. A pesar de que E. hormaechei predominó en los aislados clínicos blaIMP-4, 6 genomas eran de linaje 1 de S. marcescens, 4 de linaje 2 de S. marcescens y uno de E. hormaechei ST190. Estos genomas coincidían estrechamente con los aislados clínicos, con blaIMP-4 ubicado en los plásmidos IncC y los plásmidos IncHI2A tipo 1 en S. marcescens y E. hormaechei ST190, respectivamente (Figs. 2b y 4a). Esto indicó que los sumideros eran un posible reservorio de blaIMP-4 y puede haber explicado la persistencia de S. marcescens con plásmidos IncC muy similares durante todo el estudio (Fig. 2b).

Los pacientes con genomas seriales que albergan blaIMP-4 disponibles siguieron diferentes trayectorias de transporte de blaIMP-4 (Fig. 5a). Se observaron múltiples eventos de colonización en 5/41 pacientes, y blaIMP-4 se ubicó en distintos entornos genéticos (es decir, diferentes plásmidos y/o integración cromosómica). Los perfiles SNV de la región flanqueante/integrón también difirieron, lo que hace que la transferencia de integrones dentro del paciente sea poco probable. La posible transferencia entre cepas dentro del paciente de plásmidos clave blaIMP-4 (IncC, IncL/M, IncHI2A tipos 1 y 2) se produjo en 10/41 pacientes y se observaron los mismos tipos de plásmidos blaIMP-4 en múltiples cepas (Fig. 5a ). En 7 pacientes, la evidencia fue particularmente convincente ya que los plásmidos tenían secuencias flanqueantes y perfiles de integrones SNV idénticos en diferentes huéspedes bacterianos. Se observó colonización persistente en 26 pacientes, con la misma cepa y el mismo entorno genético blaIMP-4 aislados repetidamente.

a Análisis longitudinal de blaIMP-4 en pacientes con múltiples genomas disponibles. Cada línea representa un paciente con colores que representan la bacteria huésped y formas que representan el entorno genético de blaIMP-4. b Análisis de posibles eventos de transmisión entre pacientes. Los pacientes individuales se muestran como vértices. Se dibujaron bordes si había superposición espaciotemporal en las salas de un hospital (indicado por el color del borde) y se cumplía un criterio genómico. En el panel de la izquierda, el criterio genómico era tener la misma cepa bacteriana blaIMP-4 con la distancia SNV del análisis filogenético indicada por el sombreado. En el panel derecho, el criterio genómico incorporó tanto el análisis de transmisión de cepas como la detección de la presencia de blaIMP-4 en el mismo plásmido (según lo definido por el grupo de tipos MOB) en diferentes cepas bacterianas. El beneficio adicional del análisis de plásmidos se indica mediante el sombreado azul de los posibles eventos de transmisión en este panel. El sombreado rojo indica el paciente con mayor centralidad intermedia y sus contactos. Abreviaturas: unidad de cuidados intensivos UCI, Lin. linaje, variante de nucleótido único de SNV, tipo de secuencia ST.

Luego utilizamos datos de movimiento de pacientes (disponibles en 127 pacientes desde 2013 en adelante) para establecer supuestos eventos de transmisión (Fig. 5b), definidos como superposición espaciotemporal entre pacientes y evidencia genómica de posible transmisión. Para la evidencia genómica, consideramos tanto la transmisión de cepas (la misma cepa bacteriana huésped que porta blaIMP-4 en el mismo entorno genético) como la transmisión de plásmidos (detección del mismo plásmido mediante un grupo de tipos MOB en diferentes cepas bacterianas). Vinculamos a 71/127 (56%) pacientes utilizando estas definiciones e identificamos la UCI como un sitio de transmisión importante con 36/76 (47%) eventos de transmisión potenciales en 7/16 (44%) redes de transmisión, incluidas las dos redes más grandes ( 23 y 9 pacientes, respectivamente). Si bien la transmisión de cepas contribuyó significativamente, el uso de secuenciación de lectura larga para detectar una posible transmisión de plásmidos nos permitió detectar 5/10 (50%) salas adicionales, 7/16 (44%) redes de transmisión y vincular 22/71 (31%) pacientes más allá de lo identificado solo para la transmisión de cepa (Fig. 5b). Medimos la centralidad de intermediación para identificar pacientes clave involucrados en la transmisión22. El paciente con la centralidad de intermediación más alta (164,0 frente a una media de 4,9) tuvo un ingreso en la UCI durante > 4 meses y estuvo implicado en 7 eventos de transmisión, lo que lo colocó en el centro de la gran red de 23 pacientes que abarca esas dos cepas y tipos de plásmidos (E . hormaechei ST190 con plásmido IncHI2A tipo 1 y E. hormaechei ST93 con plásmido IncHI2A tipo 2) (Fig. 5b). Seis meses después se produjo otro evento de transmisión a un solo paciente durante su ingreso en la sala de Cardiología.

La propagación de carbapenemasas es el principal impulsor de la resistencia a los carbapenémicos a nivel mundial23 y ha sido el foco de numerosos estudios transversales12,13,24. Hasta la fecha, ha habido esfuerzos limitados para estudiar la resistencia a los carbapenémicos durante períodos prolongados25,26. En este estudio tuvimos una oportunidad única de analizar dos décadas de carbapenemasas blaIMP-4 en nuestra institución y obtuvimos información importante sobre cómo blaIMP-4 causó brotes y perpetuó la endemicidad. La propagación de blaIMP-4 se produjo a través de múltiples mecanismos, incluida la transmisión de cepas, la transmisión de plásmidos y la transferencia del integrón blaIMP-4 clase 1. Cada uno de estos tuvo una contribución cualitativa y cuantitativa diferente a la persistencia de blaIMP-4 en nuestra institución, destacando que la endemicidad es un proceso matizado que requiere que estos mecanismos actúen en concierto. Estos hallazgos tienen implicaciones importantes para la prevención de futuras endemias de carbapenemasas.

Desde la perspectiva de los patógenos, proponemos que existen dos condiciones clave necesarias para la endemicidad de blaIMP-4. En primer lugar, existe la necesidad de diversificar los entornos genéticos para el determinante de resistencia, que en nuestro estudio se produjo a través de una extensa transmisión entre cepas de plásmidos blaIMP-4 clave (IncC, IncHIA2 tipo 1 y tipo 2, IncL/M), así como como movilización por transposones del integrón de clase I y entrada en nuevos plásmidos (IncFIB, IncFIA/IncFIB/IncP). Esta capacidad de diversificación condujo al establecimiento inicial de endemicidad con los plásmidos IncC, y también al período de hiperendemia debido al surgimiento de un contexto novedoso en los plásmidos IncHI2A e IncL/M. Para estudiar esta aparición, demostramos que los plásmidos blaIMP-4 IncHI2A eran muy similares a los plásmidos no blaIMP-4 IncHI2A en E. hormaechei ST93, ST114 y ST190 que pueden haber servido como aceptores del integrón blaIMP-4. Además, hubo una posible importación de fuentes externas: se ha encontrado blaIMP-4 en plásmidos IncHI2A e IncL/M en aislados australianos2,4,9,27 y los plásmidos IncHI2A que albergan blaIMP-4 están surgiendo como un problema global, teniendo se ha observado en un brote reciente que afectó a varios hospitales en el Reino Unido28.

La segunda condición es la propagación de blaIMP-4 mediante el establecimiento de pares de entorno genético-cepa de alto riesgo que denominamos propagadores. Si bien observamos blaIMP-4 en 68 cepas durante el estudio, cinco cepas representaron 190/270 (70%) genomas y 140/196 (71%) pacientes colonizados con blaIMP-4. El primero de ellos fue el linaje 1 de S. marcescens (plásmidos IncC), que definió el período inicial del estudio y continuó persistiendo durante todo el proceso. Este par de propagadores pudo actuar como un reservorio de blaIMP-4, probablemente al ocupar un nicho ambiental, como observamos durante el muestreo de los sumideros de la UCI. La colonización de las tuberías de los hospitales por parte de CPO ha sido bien documentada9,29,30,31,32, incluido S. marcescens que alberga blaIMP-4 en un entorno australiano que no pudo ser erradicado33. Esta colonización ambiental probablemente permitió la propagación clonal de S. marcescens que alberga blaIMP-4 y puede haber impulsado la diversificación a través de la transferencia entre cepas de los plásmidos blaIMP-4 IncC y la transferencia entre plásmidos del integrón blaIMP-4 clase I. Otros propagadores surgieron en diversas coyunturas, incluidos P. aeruginosa ST111 (cromosoma) y E. hormaechei ST114 (plásmidos IncFIA/IncFIB/IncP), luego E. hormaechei ST190 y ST93 (plásmidos IncHI2A tipo 1 y tipo 2, respectivamente). Por lo tanto, la propagación clonal de propagadores fue fundamental para establecer y mantener la endemicidad de blaIMP-4, además de provocar un brote repetido y una hiperendemia en el período final del estudio. Estos hallazgos se ajustan en términos generales a la designación de "múltiples linajes, múltiples plásmidos" propuesta por David et al. al analizar la propagación de carbapenemasas en K. pneumoniae12, pero demostramos que la dinámica de la endemicidad de carbapenemasas en nuestro entorno era significativamente más compleja y la transmisión clonal de cepas propagadoras, la transmisión de plásmidos entre cepas y la transmisión de integrones entre plásmidos desempeñaban papeles importantes.

Además de los factores patógenos, pudimos analizar los factores de los pacientes. Si bien la vigilancia genómica anteriormente se centraba en el análisis a nivel de linaje, las tecnologías de secuenciación de lectura larga han mejorado el análisis de plásmidos y otros elementos genéticos móviles12,28,34. En nuestro estudio, estos conocimientos resultaron informativos tanto para comprender la propagación de blaIMP-4 dentro del paciente como entre pacientes. Dentro de los pacientes, detectamos diferentes trayectorias de colonización. Los pacientes que se someten a múltiples eventos de colonización pueden estar en el centro de múltiples redes de transmisión, como lo demuestra el paciente colonizado con dos plásmidos IncHI2A y la centralidad de intermediación más alta. Los pacientes con transferencia de plásmidos entre cepas pueden facilitar la diversificación de los entornos genéticos para blaIMP-4, aumentando así el riesgo de que surjan nuevos propagadores exitosos13, lo que a su vez alimenta los brotes. Es de destacar que no encontramos evidencia clara de eventos de transferencia del integrón blaIMP-4 dentro de los pacientes, lo que sugiere que pueden desempeñar un papel menor. Las tecnologías de lectura larga también nos permitieron analizar la supuesta transmisión de plásmidos entre pacientes, lo que implicó a un 50% adicional de salas, un 44% de redes de transmisión y un 31% de pacientes solo por transmisión de cepas. Utilizamos la detección de plásmidos blaIMP-4 de los mismos grupos primarios/secundarios de tipo MOB como una definición simple17, pero se necesitan umbrales cuantitativos que incorporen cambios en las estructuras principales de los plásmidos y eventos de recombinación a gran escala en una amplia gama de huéspedes bacterianos, plásmidos y determinantes de resistencia35. .

Nuestro estudio tuvo varias limitaciones. En primer lugar, se basó en una recopilación de aislados que abarcó dos décadas y algunos datos de pacientes de la primera parte del estudio estaban incompletos. De manera similar, los enfoques para aislar el muestreo cambiaron durante ese tiempo, en particular desde el inicio de un programa de detección de CPO en todo el estado que exigía la detección en áreas de alto riesgo36 y probablemente condujo a una mayor detección de colonización de CPO en los últimos 4 años del estudio. Finalmente, nuestro estudio se centró en blaIMP-4 y se realizó en un solo centro, lo que puede limitar la generalización de los hallazgos a brotes en otros centros.

En resumen, demostramos que la endemicidad de blaIMP-4 y los brotes repetidos se debieron a la diversificación de los entornos genéticos a través de la transferencia del plásmido blaIMP-4 entre cepas y la transferencia del integrón blaIMP-4 entre plásmidos en combinación con la expansión clonal que condujo a una cascada en evolución de pares de entorno genético-cepa de alto riesgo. Nuestros hallazgos proporcionan un marco para comprender la endemicidad de los organismos productores de MBL y pueden tener una aplicabilidad más amplia a otras CPO. Nuestro estudio destaca que detener la propagación de CPO requerirá una vigilancia adecuada para detectar no solo la presencia de determinantes de resistencia y sus cepas bacterianas huésped, sino también su contexto genético y la dinámica de transmisión de plásmidos-integrones, permitiendo así la detección temprana de amenazas nuevas y potencialmente ocultas.

El estudio fue aprobado por el Comité de Ética del Hospital Alfred (Proyecto No: 44/20) con una renuncia al consentimiento para los datos de los pacientes debido a su naturaleza retrospectiva y observacional.

Revisamos sistemáticamente una colección institucional que abarca todos los aislamientos de CPO de 2002 a 2020. La colección contenía aislados recolectados como parte de la atención clínica de rutina, así como la evaluación ambiental de los sumideros de 2018 a 2020. Se realizaron pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos de rutina utilizando Vitek2 (BioMérieux). Identificamos el transporte de blaIMP-4 mediante detección de reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Se utilizó ADN polimerasa GoTaq Flexi (Promega, Wisconsin, EE. UU.) según las instrucciones del fabricante y 10 µmol de los cebadores Imp4_screen_F (5′-CCAGGACACACTCCAGATAACC-3′) e Imp4_screen_R (5′-CAAGAGTGATCGTCTCCAGC-3′) en volúmenes de reacción de 25 μL. La PCR se realizó utilizando las siguientes condiciones de ciclo: 98 °C durante 2 min, seguido de 30 ciclos de 98 °C durante 30 s, 55 °C durante 30 s, 72 °C durante 30 s. Los amplicones se resolvieron mediante electroforesis en gel de agarosa en un gel de agarosa al 1% p/v.

Seleccionamos 277 aislados de blaIMP-4 para la secuenciación del genoma completo (WGS) según la cepa bacteriana (combinación de especie/MLST) y el año de aislamiento. Para especies con <30 aislamientos, secuenciamos todos los aislamientos disponibles. Para especies con> 30 aislamientos, realizamos WGS en aislamientos seleccionados según la fecha de recolección para garantizar que tuviéramos datos de secuenciación disponibles para todos los períodos de estudio. Secuenciamos al menos un aislado de todas las cepas en todos los períodos de estudio con tecnologías de lectura corta (Illumina) y de lectura larga (Oxford Nanopore) (n = 172). También seleccionamos un aislado de E. hormaechei ST93 susceptible a carbapenem y un aislado de E. hormaechei ST190 para WGS de lectura corta y larga.

Todos los aislados bacterianos se cultivaron en agar Mueller-Hinton II ajustado con cationes (Becton-Dickinson) durante 16 h a 37 °C, y se subcultivaron en caldo Mueller-Hinton ajustado con cationes (Becton-Dickinson) durante 16 h más a 37 ºC. El ADN genómico bacteriano se extrajo del cultivo líquido utilizando el kit de reactivos GenFind V3 (Beckman Coulter) según las instrucciones del fabricante. Se prepararon bibliotecas para secuenciación de lectura corta utilizando el kit de preparación de biblioteca de ADN Nextera Flex (Illumina), y se realizó una secuenciación de extremos emparejados de 150 pb en el sistema NovaSeq 6000 (Illumina). Se prepararon bibliotecas para secuenciación de lectura larga utilizando el kit de secuenciación de ligadura con expansión de código de barras nativo (Oxford Nanopore Technologies) y se secuenciaron en el instrumento MinION con una celda de flujo R9.4.1 (Oxford Nanopore Technologies) durante 48 h. Las llamadas base se realizaron con Guppy v.4.0.14 utilizando el modelo de llamadas base de "alta precisión".

Construimos ensamblajes de novo de todos los aislados con solo datos de lectura corta utilizando el contenedor Shovill v1.0.4 para SPAdes, que también utiliza Trimmomatic para el recorte de lectura y Pilon para la corrección de errores de lectura37,38,39,40. Para el ensamblaje de lectura larga, las lecturas largas se filtraron utilizando Filtlong v.0.2.041 con los siguientes parámetros: '--min_length 1000 --keep_percent 90 --target_bases 500000000'. Se crearon conjuntos híbridos que incorporan datos de lectura corta y larga utilizando Unicycler v.0.4.08 con parámetros estándar42 y la salida de Unicycler se utilizó para evaluar la circularización. Si los contigs de blaIMP-4 no estaban circularizados, volvimos a ensamblar los genomas usando un ensamblaje de lectura larga primero usando un proceso personalizado (https://github.com/HughCottingham/clinopore-nf) que incorpora Flye v2.9.2 con subsiguientes pulido con Medaka v1.8.0, Polypolish v0.5.0 y Polca v3.4.143,44,45,46. La calidad del ensamblaje se verificó usando Quast47 v5.2.0 y la identificación de especies se realizó usando GTDB-Tk48 v1.0.2 y se comparó con la identificación del aislado realizada en el momento de la recolección del aislado. Excluimos los genomas (n = 7) con una falta de coincidencia de especies, así como los genomas cuyos ensamblajes tenían> 1000 cóntigos, N50 <10,000 o una longitud de ensamblaje> 7,5 Mb.

En los ensamblajes restantes (n = 270), anotamos los genomas usando Prokka v1.14.649. Luego realizamos la detección de replicones de plásmidos y genes de resistencia con Abricate v.1.0.050, utilizando las bases de datos NCBI Antibiotic Resistance y PlasmidFinder, respectivamente. Determinamos el tipo de secuencia multilocus (ST) in silico utilizando 'mlst' v.2.19.051. Todas las llamadas ST no concluyentes con 'mlst' se verificaron con SRST252 v0.2.0.

Realizamos análisis filogenéticos centrales basados en el genoma en ST clave, definidas como aquellas con ≥5 aislados disponibles en nuestra institución. Esto incluyó E. hormaechei ST93, ST114 y ST190 y P. aeruginosa ST111. Debido a la ausencia de un esquema MLST para S. marcescens, identificamos todos los genomas RefSeq S. marcescens y utilizamos Assembly Dereplicator v0.1.0 (https://github.com/rrwick/Assembly-Dereplicator) con un umbral de distancia Mash de 0,001 a eliminar ensamblajes duplicados. Luego utilizamos estos ensamblajes, junto con los genomas de S. marcescens de nuestra institución, para construir una filogenia utilizando Mashtree18 v1.2.0. En resumen, esta herramienta utiliza una evaluación de similitud de secuencia basada en no alineación mediante el uso del algoritmo min-hash, tal como se implementa en Mash53, para generar métricas de distancia entre secuencias de entrada. Luego se utilizan para agrupar secuencias utilizando el algoritmo de unión de vecinos. Esto nos permitió identificar que los genomas de Alfred Hospital pertenecían a dos linajes, para lo cual realizamos los mismos análisis filogenéticos que realizamos dentro de los ST para otras especies.

Esto consistió en identificar genomas RefSeq del mismo ST e incluirlos para contexto en análisis filogenéticos. Elegimos un ensamblaje cerrado y completo de nuestra institución para que cada ST lo use como referencia. Los elementos genéticos móviles se excluyeron de estos conjuntos de referencia utilizando PHASTER e IslandViewer 454,55. Se generó una alineación cromosómica central de SNV utilizando Snippy v.4.6.056 y la recombinación se eliminó utilizando Gubbins57 v3.3. Luego utilizamos esta alineación central del genoma en IQtree v.2.0.3 para generar filogenias de máxima probabilidad para cada ST58, eligiendo el modelo de mejor ajuste utilizando ModelFinder59. Para cada ST, se calcularon las distancias SNV medianas entre aislados de nuestra institución. Los árboles filogenéticos se visualizaron y anotaron con metadatos usando 'ggtree'60 con edición adicional en Adobe Illustrator v2020.24.3.

Usando Abricate, identificamos contigs que albergan blaIMP-4 y que eran supuestos plásmidos en nuestros ensamblajes híbridos. Luego utilizamos la herramienta MOB-typer v1.4.9 para determinar los replicones de plásmidos presentes, así como para asignar grupos17. Además, utilizamos COPLA61 para asignar unidades taxonómicas de plásmidos a tipos de plásmidos clave según lo determinado por el tipo MOB. Identificamos posibles plásmidos en mosaico resultantes de eventos de fusión examinando el contenido de replicones de plásmidos dentro del grupo de tipo MOB e identificando plásmidos que tenían presencia de replicones de plásmidos adicionales y luego inspeccionamos manualmente los ensamblajes.

Luego realizamos análisis dentro de grupos de plásmidos clave dentro de nuestro conjunto de datos, según lo determinado por el grupo de tipos MOB. Estos incluyeron IncC, IncHI2A tipo 1, IncHI2A tipo 2, IncFIA/IncFIB/IncP, IncFIB, IncL/M y plásmidos no tipificables de Acinetobacter spp. Para identificar SNV en la columna vertebral del plásmido, utilizamos Snippy v.4.6.056 para crear una alineación central de SNV asignando lecturas cortas a un plásmido de referencia de nuestra institución de cada grupo de plásmidos. Luego utilizamos Mashtree18 para generar métricas de distancia entre plásmidos que pertenecen al mismo grupo, excluyendo los plásmidos en mosaico. Se utilizó el paquete R 'ggtree' v3.0.4 para visualizar los árboles resultantes60 y realizar anotaciones con metadatos. Se utilizó Adobe Illustrator v2020.24.3 para fusionar diferentes partes de las figuras. También utilizamos fastANI v1.3 para generar identidades de nucleótidos promedio por pares entre plásmidos que pertenecen al mismo grupo de plásmidos62. Usamos progresivoMauve v2.4.0.r4736 para alinear todos los plásmidos dentro de un grupo de plásmidos y evaluar los reordenamientos estructurales63, luego visualizamos esto en Easyfig v2.2.264.

Utilizamos Flanker19 v0.1.5 para identificar y agrupar secuencias flanqueantes alrededor de blaIMP-4 de contigs híbridos. Realizamos agrupaciones de 5000 pb en sentido ascendente y descendente del gen blaIMP-4 a través de ventanas en incrementos de 500 pb. Se utilizó Geneious v10.2.6 (https://www.geneious.com) para visualizar y evaluar reordenamientos estructurales, con anotaciones manuales posteriores en Adobe Illustrator v2020.24.3. También evaluamos los SNV en el integrón blaIMP-4 alineando la configuración genética de blaIMP-4 a partir de ensamblajes circulares completos con un integrón blaIMP-4 previamente informado (número de acceso de GenBank JX101693) 4 usando MUSCLE v3.8.155165. Se excluyeron los ensamblajes con inserciones o eliminaciones a gran escala en el integrón (por ejemplo, genomas de P. aeruginosa ST111). Extrajimos los SNV de la alineación resultante utilizando los sitios SNP v2.5.166 y agrupamos los plásmidos según el perfil de SNV.

Para los genomas que solo tenían datos de lectura breve disponibles, creamos una base de datos de plásmidos de todos los grupos de tipos MOB (descritos anteriormente) y utilizamos la implementación Nextflow de la tubería REDDog (V1.beta10.3; disponible en https://github .com/scwatts/reddog-nf) para asignar lecturas cortas a esta base de datos. Usamos los siguientes parámetros: 'mapping_cover_min = 1, mapping_mapped_min = 0.5, mapping_ Depth_min = 10' luego analizamos los datos. Se consideró que un conjunto de lectura coincidía con un plásmido en la base de datos si había una cobertura >90 % del plásmido con <10 SNV.

Los datos clínicos se extrajeron de la historia clínica electrónica. Faltaban datos clínicos de 7 aislamientos entre 2009 y 2012. Los datos de movimiento de pacientes estuvieron disponibles desde 2013 en adelante, incluidos 127/196 (65%) pacientes en el estudio. Como los pacientes no se sometieron a una vigilancia sistemática de blaIMP-4, consideramos que el paciente pudo haber sido colonizado en los 30 días anteriores al primer aislamiento de un organismo portador de blaIMP-4 e identificamos superposiciones en la misma sala al mismo tiempo que posibles eventos de transmisión entre pacientes. Luego aplicamos criterios genómicos para confirmar aún más posibles eventos de transmisión. En primera instancia, los pacientes tendrían que tener bacterias que albergan blaIMP-4 de la misma cepa para que se considere un posible evento de transmisión. Luego, estos eventos se clasificaron aún más en función de la distancia SNV, con un límite de 10 SNV. En el segundo caso, los pacientes tendrían que tener blaIMP-4 en el mismo entorno genético (definido como el mismo grupo primario/secundario de tipo MOB), según se determine mediante ensamblajes completos o por tener una coincidencia con un plásmido de referencia utilizando el método corto. -Leer el enfoque de mapeo descrito anteriormente. Luego utilizamos el paquete R 'ggraph' v2.0.5 para visualizar supuestas redes de transmisión con pacientes como nodos y posibles eventos de transmisión como bordes. La centralidad de intermediación se calculó utilizando la función 'intermediación' en el paquete R 'iGraph' (v1.2.11)67.

Las variables categóricas se compararon mediante la prueba de χ2 o exacta de Fisher y las variables continuas se compararon mediante la prueba t de Student o Mann-Whitney-Wilcoxon, según correspondiera. Los análisis estadísticos se realizaron en R (v4.1.1).

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Los datos de lectura de Illumina/Nanopore generados en este estudio se han depositado en el archivo de lectura de secuencias del NCBI con el acceso al proyecto PRJNA924056. Los ensamblajes del genoma completos están disponibles en GenBank; las accesiones se enumeran en el Conjunto de datos complementario 1. Los datos filogenéticos adicionales generados en este estudio se proporcionan en el archivo de datos fuente. Los datos originales se proporcionan con este documento.

El código generado durante este estudio está disponible en GitHub (https://github.com/nenadmacesic/imp4_ncomms)68.

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Este trabajo fue apoyado por el Consejo Nacional de Investigación Médica y de Salud de Australia (Beca de Líder Emergente 1 APP1176324 para NM y Beca de Practicante APP1117940 para AYP). Los financiadores no tuvieron ningún papel en el diseño del estudio, la recopilación e interpretación de datos, ni en la decisión de enviar el trabajo para su publicación.

Departamento de Enfermedades Infecciosas, Hospital Alfred y Escuela Clínica Central, Universidad de Monash, Melbourne, Australia

Nenad Macesic, Jane Hawkey, Ben Vezina, Jessica A. Wisniewski, Hugh Cottingham, Luke V. Blakeway, Taylor Harshegyi, Katherine Pragastis, Gnei Zweena Badoordeen, Denis W. Spelman, Adam WJ Jenney y Anton Y. Peleg

Centro para Impactar la RAM, Universidad de Monash, Clayton, Australia

Nenad Macesic y Anton Y. Peleg

Unidad de Microbiología, Alfred Hospital, Melbourne, Australia

Amanda Dennison, Denis W. Spelman y Adam WJ Jenney

Programa de Infecciones, Instituto de Descubrimiento de Biomedicina de Monash, Universidad de Monash, Clayton, Australia

Antón Y. Peleg

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NM y AYP concibieron el estudio. JAW, AD, DWS y AWJJ diseñaron y supervisaron el muestreo y la recolección de aislados bacterianos. LVB, TH, KP y GZB recolectaron los aislados bacterianos, realizaron la caracterización bacteriana y realizaron la secuenciación del genoma completo de los aislados. NM recopiló todos los datos clínicos. NM, JH, BV y HC realizaron análisis bioinformáticos. NM, JH y AYP analizaron todos los resultados. NM escribió el borrador inicial del manuscrito. NM, JH y AYP contribuyeron a la versión final del manuscrito. Todos los autores leyeron y aprobaron el manuscrito.

Correspondencia a Anton Y. Peleg.

NM ha recibido apoyo para la investigación de GlaxoSmithKline, sin relación con el estudio actual. AYP ha recibido financiación para investigación de MSD a través de un proyecto de investigación iniciado por un investigador. Todos los demás autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Información de revisión por pares Nature Communications agradece a Álvaro San Millán y a los demás revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Un archivo de revisión por pares está disponible.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Macesic, N., Hawkey, J., Vezina, B. et al. La disección genómica de la resistencia endémica a los carbapenemes revela la diseminación de metalo-beta-lactamasas a través de transferencia clonal, de plásmidos e integrones. Nat Comuna 14, 4764 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-39915-2

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Recibido: 29 de marzo de 2023

Aceptado: 03 de julio de 2023

Publicado: 08 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-39915-2

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